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ADC 대량 생산 공정, 실험실 프로토콜과 무엇이 다른가 항체에 형광 라벨을 붙이는 실험은 대부분 비슷한 순서를 따릅니다. 아민이 없는 버퍼로 바꾸고, 표지 시약을 넣고, 미반응 물질을 제거합니다. 그런데 이 익숙한 절차를 그대로 ADC(항체-약물 접합체, Antibody-Drug Conjugate) 상업 생산 규모로 옮기려고 하면 곳곳에서 막힙니다. 원심분리 필터로는 처리할 수 없는 부피, 실험실 권장 농도의 5~20배에 달하는 반응 농도, 그리고 무엇보다 "왜 어떤 ADC는 Lysine에 붙이고 어떤 ADC는 Cysteine에 붙이는가"라는 질문까지 이어집니다. 최근 ADC 신약을 다루는 회사들이 늘어나면서, CMC나 공정개발 직무를 준비하는 분들 사이에서 이 질문들이 자주 오갑니다. 이번 글에서는 실험실 스케일의 항체 접합(Conjugation) 프로토콜에서 출발해, 그 원리가 대량 cGMP 공정에서 어떻게 확장되고 변형되는지, 그리고 pH·첨가물 같은 공정 변수가 DAR(Drug-to-Antibody Ratio)·순도·역가(Potency) 같은 CQA(Critical Quality Attribute)에 어떤 영향을 주는지를 실제 문헌 기반으로 정리합니다. 실험실 접합 프로토콜의 기본 골격 고전적인 항체 접합은 세 단계로 이루어집니다. 버퍼 교환 — Tris, Glycine, BSA처럼 반응에 끼어드는 아민 성분을 제거하고, PBS나 중탄산 버퍼(pH 7.2~8.5)로 교체합니다. 접합 반응 — NHS-ester 형태의 라벨을 DMSO 등 유기용매에 녹여 항체 대비 3~20배 몰 과량으로 투입하고, 실온에서 30~60분 반응시킵니다. 정제 및 특성 분석 — 크기 배제 스핀 컬럼이나 투석으로 미반응 라벨을 제거하고, UV-Vis로 표지율(라벨:단백질 비율)을 계산합니다. 이 골격 자체는 대량 공정에서도 유지됩니다. 버퍼 교환 → 반응 → 정제라는 순서는 그대로입니다. 달라지는 것은 각 단계를 구현하는 ...